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TAB 2021

Departamento de Bioquímica, Facultad de Medicina, UNAM

Julio 2021

 

Ponentes 2021

Dra. Laura Ongay Larios

Dra. Laura Ongay Larios

Técnico Académico Titular C, Instituto de Fisiología Celular (IFC) de la UNAM

Bióloga egresada de la Facultad de Ciencias de la UNAM, realizó estudios de posgrado, Maestría y Doctorado, en la Universidad de Southampton en Inglaterra.

Fue Profesor-Investigador durante 5 años en la Universidad de Guanajuato, México. Posteriormente se incorporó al Instituto de Fisiología Celular (IFC) de la UNAM, actualmente es Técnico Académico Titular C,  Jefe de la Unidad de Biología Molecular (UBM) del IFC y pertenece al Sistema Nacional de Investigadores

Instituto de Fisiología Celular, Circuito Exterior s/n, Ciudad Universitaria, Coyoacán, CDMX, México. CP 04510 Tel. +52 (55) 56 22 56 56, longay@ifc.unam.mx 

Síntesis química de oligonucleótidos: Método de fosforamiditas

Los oligonucleótidos son cadenas de ácido nucléico relativamente cortas; van de unos cuantos nucleótidos hasta unos 200 nucleótidos los más largos. El uso de estas moléculas es de gran importancia en la biología molecular ya que se emplean en una gran variedad de técnicas como son el ADN recombinante, la mutagénesis dirigida, los microarreglos, la PCR, y la secuenciación, entre otras.

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Reacción en Cadena de la Polimerasa en Tiempo Real

El desarrollo de la reacción en cadena de la polimerasa (PCR), realizada por Kary B. Mullis en 1983, revolucionó la biología molecular. Es una técnica para amplificar ácidos nucleicos, utilizando cebadores y una polimerasa termoestable. Este descubrimiento, acoplado a la química fluorescente y con el uso de la transcripción reversa, sentaron las bases para el desarrollo de la qPCR. El objetivo de la PCR en tiempo real es distinguir y cuantificar con precisión secuencias de ácidos nucleicos específicas en una muestra, monitoreando su amplificación a través de la detección de fluorescencia, ya que el aumento en la fluorescencia es proporcional a la acumulación del producto. Esta técnica tiene diversos campos de aplicación (ciencias básicas, biotecnología, medicina, etc.).

Biól. Gabriela Rodríguez Rodríguez

Biól. Gabriela Rodríguez Rodríguez

Técnico Académico en el Laboratorio de Biología Molecular del Departamento de Bioquímica de la Facultad de Medicina de la UNAM

Egresada de la Facultad de Ciencias, colaboró como ayudante de investigador en el área de neurociencias en el Instituto de Fisiología Celular de la UNAM con la Dra. Ana María López Colomé, realizando cultivos primarios de neuronas y epitelio pigmentado, para el estudio de los receptores a glutamato. Tiene 19 años colaborando en los proyectos del Dr. Ángel Zaraín Herzberg en el laboratorio de Biología Molecular de la Facultad de Medicina, con cultivos primarios de cardiomiocitos de rata para el estudio de la expresión de la bomba de calcio de SERCA2 y de la Calsecuestrina en el corazón; así como cultivos de diferentes líneas celulares.

Torre de Investigación, Facultad de Medicina,  Ciudad Universitaria, Coyoacan, CDMX, México. CP 04510 Tel. +52 (55) 56 23 22 58, grodrig@unam.mx 

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Dra. Laura Ongay Larios

Dra. Laura Ongay Larios

Técnico Académico Titular C, Instituto de Fisiología Celular (IFC) de la UNAM

Bióloga egresada de la Facultad de Ciencias de la UNAM, realizó estudios de posgrado, Maestría y Doctorado, en la Universidad de Southampton en Inglaterra.

Fue Profesor-Investigador durante 5 años en la Universidad de Guanajuato, México. Posteriormente se incorporó al Instituto de Fisiología Celular (IFC) de la UNAM, actualmente es Técnico Académico Titular C,  Jefe de la Unidad de Biología Molecular (UBM) del IFC y pertenece al Sistema Nacional de Investigadores

Instituto de Fisiología Celular, Circuito Exterior s/n, Ciudad Universitaria, Coyoacán, CDMX, México. CP 04510 Tel. +52 (55) 56 22 56 56, longay@ifc.unam.mx

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Secuenciación de ADN por el método de terminación de la
cadena de Sanger

La secuenciación de ADN permite determinar el orden de los nucleótidos (A, G, C, T) en una molécula. El descubrimiento de la estructura de la molécula de ADN como una doble hélice de cadenas complementarias y la demostración de que esta molécula contiene la información genética, puso en evidencia la importancia de descifrar el orden de los nucleótidos en la cadena de ADN. La mayoría de las técnicas de secuenciación a baja escala que se usan actualmente se basan en el método de síntesis enzimática conocido como método Sanger o de terminación de la cadena. El principio de este método es la incorporación selectiva de dideoxinucleótidos trifosfato (ddNTPs), estos nucleótidos carecen del OH en el extremo 3’, por lo que si se incorporan durante la síntesis se impide la incorporación de un nuevo nucleótido y se termina la elongación de la cadena, de esta forma se generan fragmentos de distintos tamaños que terminan en todos los nucleótidos de la molécula de ADN, los cuales son separados por electroforesis para determinar la secuencia a partir del ddNTP incorporado y el tamaño de los fragmentos.

Dra. Claudia Rodríguez Almazán

Dra. Claudia Rodríguez Almazán

Investigadora Asociado, Departamento de Medicina Molecular y Bioprocesos, Instituto de Biotecnología, UNAM

Bióloga de la Facultad de Ciencias, UNAM; obtuvo su Maestría en Ciencias por el Instituto de Ciencias del Mar y Limnología, al realizar investigación relacionada con toxinas formadoras de poro de anémona. Obtuvo su Doctorado en Ciencias Biomédicas, en el Instituto de Fisiología Celular, UNAM; en el área de físico- química y termodinámica del plegamiento y estabilidad de enzimas. Realizó una estancia posdoctoral en el Instituto de Biotecnología, UNAM, mecanismos de acción de toxinas formadoras de poro de bacterias.

Instituto de Biotecnología, UNAM Av. Universidad # 2001 Col. Chamilpa, Cuernavaca, Morelos, México. CP. 62210 Tel. +52 (55) 56 22 86 02, claudiar@comunidad.unam.mx

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Purificación de proteínas

El desarrollo e innovación de técnicas que permitan un estudio cada vez más detallado de las proteínas, diverge en dos direcciones, hacia el conocimiento básico para conocer su papel en diferentes procesos celulares, y en otro sentido sus aplicaciones en las áreas de la biomedicina, biotecnología y nanotecnología. Las técnicas de purificación de proteínas juegan un papel fundamental en estas investigaciones, tomando como base el conocimiento de las propiedades de estas biomoléculas para determinar el protocolo de purificación. Un protocolo para purificar una proteína se inicia seleccionando la muestra biológica, el método y la condición para lisar las células con la finalidad de exponer a las proteínas, inevitablemente obteniendo una mezcla de estas junto con todos los componentes de la célula, biomoléculas, metabolitos y fragmentos de estructuras celulares.

Ingeniería de proteínas

El conocimiento de los procesos evolutivos de la vida en la Tierra, ha dado la pauta en la innovación de llevar algunos de estos procesos al laboratorio para beneficio de la humanidad, como es la replicación de ADN y la síntesis de proteínas. El ADN contiene la información necesaria para la producción de una proteína. En el siglo pasado, se comenzaron a sentar las bases teóricas y experimentales para replicar ADN en el laboratorio, generando una de las técnicas experimentales fundamentales en la biología molecular, la reacción en cadena de la polimerasa (“Polymerase Chain Reaction”, PCR). A partir de la cual se comenzaron a implementar otras técnicas como la mutagénesis y la evolución dirigida, que finalmente forman parte de la Ingeniería de proteínas. La Ingeniería de proteínas consiste en modificar una proteína en un solo residuo de aminoácido, en una región, eliminando o insertando un fragmento de otra proteína, o fusionando dos proteínas, todo esto a partir de modificar la secuencia de ADN, con la finalidad de obtener una proteína con mejores características que la proteína inicial.

Dra. Claudia Rodríguez Almazán

Dra. Claudia Rodríguez Almazán

Investigadora Asociado, Departamento de Medicina Molecular y Bioprocesos, Instituto de Biotecnología, UNAM

Bióloga de la Facultad de Ciencias, UNAM; obtuvo su Maestría en Ciencias por el Instituto de Ciencias del Mar y Limnología, al realizar investigación relacionada con toxinas formadoras de poro de anémona. Obtuvo su Doctorado en Ciencias Biomédicas, en el Instituto de Fisiología Celular, UNAM; en el área de físico- química y termodinámica del plegamiento y estabilidad de enzimas. Realizó una estancia posdoctoral en el Instituto de Biotecnología, UNAM, mecanismos de acción de toxinas formadoras de poro de bacterias.

Instituto de Biotecnología, UNAM Av. Universidad # 2001 Col. Chamilpa, Cuernavaca, Morelos, México. CP. 62210 Tel. +52 (55) 56 22 86 02, claudiar@comunidad.unam.mx 

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M. en C.  Yolanda Medina Flores

M. en C. Yolanda Medina Flores

1. Laboratorio de Anticuerpos Monoclonales. Unidad de Desarrollo Tecnológico e Investigación Molecular. Instituto de Diagnóstico y Referencia Epidemiológico “Dr. Manuel Martínez Báez” (InDRE)

Bióloga por la Facultad de Ciencias y Maestría con especialidad en Biología Celular, por parte de la Facultad de Ciencias de la UNAM.

 

Su trabajo lo ha realizado en el Instituto de Diagnóstico y Referencia Epidemiológicos de la Secretaria de Salud (InDRE), en el Laboratorio de Anticuerpos Monoclonales (ACMO), produciendo estas moléculas contra diversos agentes infecciosos (Vibrio cholerae, E. coli, Trichomona vaginalis, Toxoplasma gondii, Giardia lamblia, Trichinella spiralis, Taenia solium, Entamoeba invadens, Toxocara canis, Salmonella sp, Babesia sp). También se han desarrollado anticuerpos monoclonales contra hormona luteinizante y prolactina ovina, prostaglandina E2 humana, proteínas marcadoras de Amiloidosis primaria y proteínas Rest y p16 como marcadoras de algunos tipos de cáncer.

Instituto de Diagnóstico y Referencia Epidemiológico “Dr. Manuel Martínez Báez” (InDRE). Tel. +52 (55) 50 62 16 00 Ext. 59349, 59336, yolanda.medina@salud.gob.mx

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Producción de anticuerpos monoclonales murinos

Los anticuerpos monoclonales son producidos por una sola clona de linfocitos B y tienen la característica principal de reconocer específicamente un solo epítopo en el antígeno. Actualmente, son ampliamente utilizados en la investigación, diagnóstico y tratamiento de enfermedades infecciosas, autoinmunes y cáncer. Los métodos de producción de anticuerpos monoclonales son diversos, entre ellos se encuentran; la inmortalización de linfocitos B, phage display, cultivo de células CHO e insectos, sin embargo, el método más utilizado es el descrito por Köhler y Milstein en 1975 que consiste en la producción de células híbridas. Los hibridomas son generados mediante la fusión de células del bazo de un ratón inmunizado con el antígeno de interés y las células de un plasmocitoma. Posterior a la fusión, se realiza una selección bioquímica en medio HAT (Hipoxantina-Timidina-Aminopterina), que permitirá la supervivencia y selección especifica de hibridomas.

 

Método de inducción, aislamiento y selección de proteínas HRP de bacterias fitopatógenas, una fuente potencial de inductores de resistencia vegetal

Xanthomonas vesicatoria es una bacteria Gram negativa y patógena de una gran variedad de especies vegetales, entre ellas especies de importancia económica para México como chile (Capsicum annuum) y jitomate (Solanum licopersicum). El grupo de genes hrp es conservado entre especies de Xanthomonas, dentro de este grupo de genes está el que codifica para el sistema de secreción tipo III y efectores patógenos, componentes clave en los procesos de infección de las células bacterianas a su planta huésped. Particularmente, proteínas HRP de Xanthomonas son producidas in situ en su planta hospedera durante los procesos de infección o in vitro en medios mínimos de crecimiento que imitan condiciones similares a su hospedero. El objetivo de este trabajo fue establecer un método de inducción, aislamiento y selección de proteínas HRP de bacterias fitopatógenas.

Dr. Gabriel Rincon Enriquez

Dr. Gabriel Rincon Enriquez

Investigador titular en el Laboratorio de Fitopatología de Biotecnología Vegetal del Centro de Investigación y Asistencia en Tecnología y Diseño del Estado de Jalisco, A.C.

Ingeniero agrónomo por la Universidad Autónoma Chapingo; maestría en ciencias en genética por el Colegio de Postgraduado; especialista en estadística aplicada por el IIMAS-UNAM; doctorado en ciencias en microbiología, biología vegetal y biotecnologías por la Universidad de Marsella II y el CNRS en Francia.

Centro de Investigación y Asistencia en Tecnología y Diseño del Estado de Jalisco, A.C., Camino Arenero 1227, Col. El Bajío del Arenal, Jalisco, México.

CP. 45019 Tel. +52 (33) 33 45 52 00, grincon@ciatej.mx

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Aislamiento, purificación y cultivo de hepatocitos de rata

El órgano implicado en el metabolismo y la toxicidad de los xenobióticos es el hígado. Las principales células que forman parte de este órgano son los hepatocitos que se denominan genéricamente como células parenquimatosas y desempeñan las funciones metabólicas de este órgano. Por tanto, los hepatocitos
aislados de varias especies, incluida la humana y sus cultivos, constituyen modelos in vitro atractivos para la investigación básica de la función hepática, la fisiopatología, farmacología, y otros temas relacionados con el hígado. El método para el aislamiento de hepatocitos intactos se basa en la perfusión del hígado con colagenasa y fue introducido por primera vez por Berry y Friend en 1969, y desde entonces, ha sufrido modificaciones. Esencialmente, los hepatocitos se disocian del hígado de ratas adultas anestesiadas, por una perfusión de colagenasa a través de la vena porta. Las células aisladas se filtran a través de una malla de nylon para eliminar los restos de tejido no deseados y se obtiene una suspensión enriquecida de células parenquimatosas que se puede purificar mediante el método de elutriación para obtener hepatocitos puros. Los hepatocitos se pueden utilizar inmediatamente para realizar ensayos metabólicos en suspensión o se pueden cultivar en placas y utilizarlos por un periodo de 3 a 5 días.

Dra. María Magdalena Vilchis Landeros

Dra. María Magdalena Vilchis Landeros

Profesora Asociada C de Tiempo Completo en el Departamento de Bioquímica de la Facultad de Medicina de la UNAM.

Departamento de Bioquímica, Edificio D, Facultad de Medicina, Circuito Escolar, Ciudad Universitaria, Coyoacan, CDMX, México. CP. 04510 Tel. +52 (55) 56 23 25 10, vilchisl@bq.unam.mx

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Historia, fundamentos y métodos de la electroforesis de
proteínas en geles de poliacrilamida

La electroforesis es una de las técnicas más poderosas en la bioquímica y la biología molecular modernas, dado que permite separar macromoléculas para estudiarlas de manera aislada y definir sus propiedades, funciones y mecanismos en las importantes reacciones biológicas de los seres vivos. En este artículo nos concentraremos en la electroforesis de proteínas. Las funciones biológicas, aunque codificadas en el ADN o ARN en general las llevan a cabo las proteínas en todos los seres vivos, ya sea en forma de enzimas, receptores, transportadores, bombas primarias y secundarias, proteínas estructurales, etc. Es por ello que la electroforesis de proteínas es una técnica tan poderosa, no sólo permite analizar la pureza de una muestra, sino que ayuda a determinar interacciones con otras proteínas, sustratos, ligandos, etc, y además ayuda a determinar los niveles de expresión de las proteínas dentro de las células, lo cual permite definir la relevancia de la función de una proteína dentro de cualquier ser vivo. Por todas estas razones, la electroforesis de proteínas se revisará en su historia y fundamentos, así como los protocolos más comunes para su uso en los laboratorios ya sean de investigación, biomédicos, farmacéuticos, biotecnológicos o clínicos.

Dr. José J. García Trejo

Dr. José J. García Trejo

Profesor-Investigador Titular en la Facultad de Química de la UNAM

Medalla Gabino Barreda, Licenciado, Maestro y Doctor en Investigación Biomédica Básica por la UNAM, como alumno de los Dres. Marietta Tuena
Sangri y Armando Gómez-Puyou del Instituto de Fisiología Celular de la UNAM. Realizó tres estancias en el extranjero, una 1ª posdoctoral y 2ª de investigación con el Dr. Roderick A. Capaldi de la Universidad de Oregon, USA, y una 3a en el Royal Free Hospital de Londres, UK con el Dr. Jan W. Taanman. Fue repatriado al Instituto Nacional de Cardiología y actualmente es Profesor-Investigador Titular en la Facultad de Química de la UNAM. Es miembro continuo del Sistema Nacional de Investigadores (SNI) de candidato a Investigador Nivel I y actualmente Nivel-II.

Departamento de Biología, Facultad de Química, UNAM

CP. 04510 Tel. +52 (55) 56 22 38 99 Ext. 44449 y 44450, jjgartre@unam.mx

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Expresión de proteínas recombinantes en un sistema heterólogo

Los sistemas de expresión en organismos procariontes y eucariontes se utilizan comúnmente para la sobreexpresión de proteínas recombinantes solubles. La elección de un sistema de producción adecuado es la base para lograr un buen rendimiento en la purificación de la proteína recombinante de interés. Aspectos como: la optimización del uso de codones, la elección de la cepa hospedera, el vector de expresión, la etiqueta o proteína de fusión a utilizar para la purificación, la composición del medio de cultivo, las condiciones de inducción, entre otros factores, son la clave para el resultado final. El nivel de expresión del gen blanco, así como los procesamientos post-traduccionales de la proteína recombinante sintetizada son algunos de los principales retos a los que se enfrentan la mayoría de los estudios realizados. Uno de los sistemas de sobreexpresión más utilizados sin duda es el procariota, en los que se incluyen principalmente a Escherichia coli. Esto debido a la facilidad de su manipulación genética, crecimiento celular, gran cantidad de biomasa, bajo costo, y la gran cantidad de cepas hospederas disponibles. De tal forma, que E. coli ha superado la barrera de realizar algunas modificaciones post-traduccionales que requieren algunas proteínas de origen e ucariota para su producción en este sistema. En este trabajo se discuten algunas estrategias que han ayudado a la obtención de proteínas recombinantes activas y funcionales en un sistema comercial de sobreexpresión como el BL21 y así mismo, se sugieren algunos protocolos para determinar las mejores condiciones de sobreexpresión de las proteínas recombinantes de interés.

Dra. Gloria Hernández Alcántara

Dra. Gloria Hernández Alcántara

Profesor Titular en el Departamento de Bioquímica de la Facultad de Medicina, UNAM.

Realizó sus estudios de Biología en la Facultad de Biología de la Universidad Veracruzana. Posteriormente, realizó sus estudios de Maestría y Doctorado en el Posgrado en Ciencias Bioquímicas de la Facultad de Química, UNAM; mientras que la fase experimental la desarrolló en el Instituto de Fisiología Celular, UNAM.

Es profesora de la asignatura de Bioquímica y Biología Molecular de la carrera de Médico Cirujano, en la Facultad de Medicina. Adicionalmente, ha impartido cursos del Taller de la Facultad de Ciencias en la carrera de Biología, así como diversos cursos en los posgrados en Ciencias Biológicas y en Ciencias Bioquímicas, respectivamente. Ha formado alumnos a nivel de licenciatura. Actualmente es Profesor Titular en el Departamento de Bioquímica de la Facultad de Medicina, UNAM. Su producción científica consta de 18 artículos científicos en revistas de prestigio internacional, 2 capítulos de libro internacionales y 5 artículos de divulgación Nacional. Ha participado en diversos Congresos Nacionales e Internacionales. Su trabajo de investigación ha sido sobre la estructura y función de algunas enzimas de la vía glucolítica de algunos organismos de importancia médica como Trypanosoma brucei, T. cruzi, Giardia lamblia y Vibrio cholerae.

Laboratorio de péptidos y proteínas, Departamento de Bioquímica, Facultad de Medicina, UNAM.

CP. 04510 Tel. +52 (55) 56 23 21 33, hernandez@bq.unam.mx

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Uso del sistema CRISPR-Cas9 para la edición de genes en organismos modelo y líneas celulares

El sistema CRISPR-Cas9 es una poderosa tecnología que permite editar el genoma eucarionte de manera rápida, precisa y eficiente. Esta herramienta ha revolucionado la manera de modificar el genoma de distintos organismos, desde microorganismos hasta mamíferos. Mediante el uso de CRISPR-Cas no es solo posible introducir mutaciones para estudiar la ausencia de un determinado gene, sino que también nos permite editar el genoma para introducir marcadores fluorescentes o incluso editar el epigenoma. Los protocolos de CRISPR-Cas9 se basan en introducir a las células tanto a la proteína Cas9 como a RNAs guías que dirigen al sistema junto con templados de homología. En este capítulo presentamos protocolos detallados para aplicar esta tecnología de edición genómica en distintos organismos modelo como el nematodo Caenorhabditis elegans, líneas celulares de la mosca de la fruta Drosophila melanogaster, el pez cebra Danio rerio y ovocitos de ratón. Esperamos que este capítulo permita a distintos grupos de investigación aplicar esta poderosa tecnología en sus modelos experimentales.

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Dra. Rosa Estela Navarro González

Dra. Rosa Estela Navarro González

Investigadora de tiempo completo al Instituto de Fisiología Celular de la UNAM

Estudio Biología en la Facultad de Ciencias de la UNAM. Realizó su tesis bajo la asesoría del Dr. Jesús Aguirre del Instituto de Fisiología Celular de la UNAM y en1995 obtuvo su título de bióloga con mención honorífica. Posteriormente realizó un Doctorado en Ciencias Bioquímicas en la Facultad de Química de la UNAM bajo la asesoría del Dr. Jesús Aguirre y en 1998 se graduó obteniendo la medalla Alfonso Caso. Su estudios doctorales consistieron en la regulación de genes antioxidantes durante la esporulación del hongo filamentos Aspergillus nidulans.
De 1998 al 2002 realizó una estancia postdoctoral en el laboratorio del Dr. Keith Blackwell en la Escuela de Medicina de Harvard en Boston, en donde inició sus estudios acerca de biología de las células germinales del Caenorhabditis elegans.

En el 2002 regresó a México y se incorporó como Investigadora de tiempo completo al Instituto de Fisiología Celular de la UNAM. A su regreso estableció el primer laboratorio especializado en el nematodo C. elegans en America Latina.
En el 2006, obtuvo una beca internacional otorgada por L’OREAL-UNESCO para mujeres en la ciencia. Con esta beca, la Dra. Navarro realizó una estancia de investigación como profesora visitante en el laboratorio de la Dra. Geraldine Seydoux en la Escuela de Medicina de la Universidad Johns Hopkins en Baltimore.

Departamento de Biología Celular y Desarrollo, Instituto de Fisiología Celular, UNAM

CP. 04510 Tel. +52 (55) 56 22 56 09, rnavarro@ifc.unam.mx

Videoconferencia 3